Service Agroelevage

2. Lutte par lots

La lutte par lots consiste à repartir le troupeau en lots de brebis avec un seul bélier par lot. La lutte peut alors s'étaler sur une période de 6 à 8 semaines. La taille des lots doit être raisonnée comme suit:

- en saison sexuelle:

• 40-50 brebis par bélier de plus de 2 ans
• 30 brebis par bélier de moins de 2 ans

- en contre saison

• 30-35 brebis par bélier adulte

Eviter l'utilisation des jeunes béliers

Faire un lot à part avec les antenaises et les confier à un bélier expérimenté

Avantage:

• Contrôle de paternité, gestion des périodes d'agnelage

Inconvénients:

• Fertilité moindre qu'en lutte libre
• Certaines brebis sont délaissées par le bélier, d'où la nécessite de faire une rotation des béliers tous les 17 jours par exemple. Utiliser des harnais marqueurs de couleurs différentes pour chaque bélier pour contrôler la paternité et détecter les brebis non saillies

On peut faire une lutte de 8 semaines par un bélier, puis effectuer une lutte de rattrapage par un bélier introduit 10 jours après le retrait du premier bélier. Le contrôle de paternité est fait à partir des dates d'agnelage et par l'utilisation des harnais marqueurs.

3. Lutte avec monte en main

La lutte avec monte en main consiste à détecter les brebis en chaleurs et effectuer la lutte brebis par brebis dans un enclos spécial (accouplements raisonnés). Elle nécessite l'utilisation d'un bélier boute en train vasectomisé ou muni d'un tablier spécial empêchant la saillie et habillé d'un harnais marqueur

Avantage:

• sélection généalogique précise

Inconvénients:

• Sex ratio:
  10 brebis par bélier adulte et par jour suivi d'un repos de 3-4 jours en saison sexuelle
  5 brebis par bélier adulte et par jour suivi par un repos de 7 jours en contre-saison
• Méthode très coûteuse, nécessite l'entretien de nombreux béliers surtout en contre saison

Cette méthode peut être simplifiée par le recours à la synchronisation des chaleurs et l'insémination artificielle

4. Synchronisation des chaleurs

Pour de raisons de gestion de la reproduction chez les brebis, on fait parfois recours à des méthodes de synchronisation des chaleurs dont la principales est basée sur l'utilisation de progestagènes. Cette méthode comprend trois étapes:

• la mise en place dans le vagin de la brebis ou de l'agnelle d'une éponge en mousse de polyuréthanne imprégnée de progestérone,
• l'injection intramusculaire d'une dose de PMSG lors de retrait de l'éponge, et
• le contrôle de conditions de fécondation(saillies ou insémination artificielle)

Le principe de cette méthode est copié sur le déroulement du cycle sexuel avec l'éponge imprégnée de progestérone simulant la phase lutéale et le traitement à la PMSG simulant la phase folliculaire du cycle sexuel. Chacune des hormones utilisées (progestérone et PMSG) appliquée séparément ne peut donc, à elle seule, induire et synchroniser les chaleurs et les ovulations.

La progestérone contenue dans l'éponge est absorbée par la muqueuse et agit:

• en bloquant les décharges cycliques d'hormones gonadotropes hypophysaires (cas des brebis en activité sexuelle), et
• en préparant l'action de la PMSG (cas des brebis en anœstrus).

La PMSG à trois fonctions:

• provoquer et synchroniser chaleurs et ovulations chez les femelles en anœstrus,
• mieux synchroniser les chaleurs chez les brebis en activité sexuelle, et
• augmenter, si cela est souhaitable, le taux de prolificité

Le contrôle des conditions de fécondation est nécessaire car:

• les chaleurs sont synchronisées sur une courte période,
• chaque brebis doit avoir la possibilité effective d'être fécondée, et
• le rythme d'utilisation des béliers doit tenir compte de leurs aptitudes et de facteurs tels que la saison.

Il faut noter que l'éponge vaginale n'est pas un traitement de l'infertilité. Par conséquent, il ne faut pas poser d'éponge sur des brebis présentant des écoulements vaginaux (faire alors un traitement anti-infectieux adapté), ni sur des femelles ayant avorté sans combattre le ou les causes d'avortement.

Choix du type d'éponge

Le type d'éponge doit être adapté à la femelle (brebis ou agnelle) et à la période d'utilisation.

Tableau 1. Méthodes de synchronisation des chaleurs chez les brebis.

	Saison sexuelle		Anœstrus saisonnier
	Type d'éponge	Durée de pose	Type d'éponge	Durée de pose
Brebis	40 mg grise	14 jours	30 mg grise	12 jours
Agnelles (12-15 mois), poids min: 2/3 du poids adulte	40 mg blanche	14 jours	40 mg blanche	14 jours
A chaque lutte, pour 1 bélier,  ne pas dépasser	10 brebis ou 10 agnelles		5 brebis ou 3-4 agnelles
Intervalle entre chaque lot de femelles synchronisées	3 -4 jours		7 jours
intervalle minimum entre mise bas et pose d'éponge	60 jours		75 jours

Choix de la dose de PMSG

Les principes qui déterminent le choix de la dose de la PMSG découlent:

• de l'action de la PMSG, et
• des caractéristiques des femelles

Trois questions permettent d'orienter le choix:

1. Doit-on rechercher l'induction et la synchronisation des chaleurs = femelles en anœstrus?
2. Doit-on rechercher seulement la synchronisation des chaleurs = femelles déjà en activité sexuelle?
3. Doit-on rechercher une prolificité élevée ou faible?

Les principales informations qui doivent être prises en compte sont les suivantes:

• La prolificité habituelle du troupeau: en saison sexuelle, la dose de PMSG nécessaire à l'obtention d'une même prolificité, devra être plus élevée pour un troupeau à prolificité faible que pour un troupeau à prolificité habituellement élevée; sans oublier que la prolificité souhaitable doit être adaptée aux possibilités des femelles et de l'élevage.
• L'état physiologique des femelles: allaitantes, traites, taries, la dose de PMSG devant baisser dans cet ordre.
• L'intervalle depuis la mise bas précédente: la dose doit diminuer avec l'allongement de cet intervalle.
• Les caractéristiques de reproduction de la race et du troupeau considérés: par exemple, une race à anœstrus saisonnier "profond" nécessitera à contre-saison une dose de PMSG plus élevée qu'une race à anœstrus "léger".
• La date d'intervention: plus on se rapproche du milieu de la saison sexuelle, moins la dose de PMSG nécessaire est élevée puisque la proportion de femelles en anœstrus diminue.

Les dose les plus couramment utilisées pour les femelles adultes, varient entre 400 et 700 unités internationales (UI) à contre-saison, 300 et 600 UI en saison sexuelle.

Apparition des chaleurs

À partir de 48 heures après le retrait des éponges et l'injection de la PMSG, 95 à 100% des brebis sont en chaleurs en même temps. Comme par ailleurs les chances de fécondation sont meilleures en fin des chaleurs, ce n'est qu'en ce moment que les saillies doivent être pratiquées.

Concernant les béliers, il faut rappeler que:

a. Un jeune bélier est moins fécond qu'un adulte.
Conséquence: un jeune bélier (moins de 18 mois) devra avoir moins de brebis à saillir qu'un adulte.

b. En contre-saison, un bélier est moins actif qu'en saison sexuelle.
Conséquence: à contre-saison, prévoir pour chaque bélier un nombre limite de saillies.

c. Chaque bélier a des préférences et pourra s'intéresser qu'a quelques brebis.
Conséquence: empêcher le bélier d'effectuer des saillies répétées sur une même brebis.

d. Lorsque les béliers sont introduits en groupe dans un lot de brebis, il y a compétition entre eux, mais il s'établit aussi une hiérarchie entre mâles dominants et domines.
Conséquence: éviter que les béliers s'épuisent inutilement entre eux ou que certains (domines) soient empêchés de saillir.

e. Les béliers ont en général une attirance plus forte pour les brebis adultes que pour les agnelles.
Conséquence: ne pas présenter brebis et agnelles ensemble aux béliers.

Ces observations n'ont rien de nouveau, mais puisque les brebis doivent être saillies à des moments bien précis, il est nécessaire d'en tenir compte afin de planifier le déroulement de la lutte. Cet objectif peut être atteint en préparant les animaux pour la lutte et en organisant les saillies.

Préparation des animaux pour la lutte

La lutte devant se dérouler en quelques heures, il importe que les animaux soient alors dans le meilleur état possible.

Brebis: le flushing est toujours utile et peut être appliqué pendant 3 semaines avant et 3 semaines après la lutte. Pendant cette période, toute intervention sur les brebis doit être évitée afin de ne pas contrarier le développement embryonnaire et l'implantation de l'embryon.

Béliers: lors de la lutte en contre-saison, un soin particulier doit être apporté à la préparation des béliers puisque par définition, les béliers ne sont pas habitués à travailler en période d'anœstrus saisonnier.

Si la préparation proprement dite doit commencer 2 mois avant la lutte, il convient d'entraîner les béliers à la saillie 10 jours avant la pose d'éponges en leur présentant une ou deux brebis en chaleurs. On présente ces brebis aux béliers matin et soir (pendant 1 ou 2 jours) en n'autorisant qu'une seule saillie à chaque fois.

Organisation des saillies

Les brebis seront saillies deux fois, 48 h et 60 h après le retrait des éponges et l'injection de PMSG.

Afin d'éviter les effets aux comportements des béliers (hiérarchie, compétition, préférences), leur épargner un épuisement inutile et s'assurer que chaque brebis est bien saillie, un seul moyen:

pratiquer la lutte en mains

c'est à dire présenter les brebis une à une au bélier une première fois 48 h et une deuxième fois 60 h après le retrait des éponges et l'injection de la PMSG.

Le bélier doit se reposer 10 minutes au moins après chaque saillie.

Il faut également tenir compte du fait qu'en contre-saison, les brebis ont une activité sexuelle réduite: le nombre de brebis qu'ils pourront saillir pendant un jour et l'intervalle entre deux luttes sont différents selon la saison.

Tableau 2. Sex ratio et intervalle entre luttes en fonction de la saison de lutte.

	Saison sexuelle		Contre-saison
	N brebis/bélier	Intervalle entre 2 luttes	N brebis/bélier	Intervalle entre 2 luttes
Brebis	10	3-4 jours	5	7 jours
Agnelles	7-8	3-4 jours	3-4	7 jours

Retour en chaleurs

15 jours après les saillies ou l'insémination sur œstrus induit, les béliers sont réintroduits dans le troupeau pour les retours en chaleurs.

lorsque les éponges sont utilisées en contre-saison, les brebis non fécondées à l'œstrus induit ne viendront généralement en chaleurs qu'au début de la saison sexuelle habituelle.

5. Insémination artificielle

Les brebis sont inséminées une ou deux fois a l'aide de paillettes de sperme frais dilué, contenant environ 400 milliards de spermatozoïdes (un éjaculât moyen de bélier permet donc de constituer une dizaine de doses). Actuellement, le sperme frais dilué ne peut être conservé que quelques heures.

Préparation des doses

Utiliser une brebis œstrogenisée et un vagin artificiel (12 cm de longueur)

Récolter les béliers 2 fois à 15 min d'intervalle

L'électroéjaculation est possible mais elle modifie la qualité du sperme

Conserver le sperme à 35°C et contrôler les variables suivantes:

• volume
• mobilité massale
• concentration en spermatozoïdes

Seuls seront conservés les éjaculâts ayant:

• une note de mobilité supérieure à 4.5 (sur une échelle de 0 à 5)
• une concentrations en spermatozoïdes d'au moins 2 milliards par ml

Insémination avec du sperme frais

Diluer le sperme avec un dilueur à base de lait écrémé additionne de sulfamides (la concentration finale doit être de 1.6 milliards spz par ml).

Refroidir la semence progressivement jusqu'à 15°C dans un bain-marie.

Conditionner la semence dans des paillettes de 0.25 ml (chaque paillette doit contenir environ 400 millions de spermatozoïdes)

Insémination avec du sperme congelé

Utiliser un dilueur à base de jaune d'œuf et de lactose (Milieu de Nagase et Graham)

Diluer le sperme au 1/5

Refroidir le sperme dilue en 2 h à 4°C

Ajouter 4% de glycérol et permettre un temps d'équilibration (2 h)

Mise en paillette

Congélation en vapeur d'azote liquide

Conservation dans l'azote liquide (-196°C)

Mise en place de la semence

Pour la semence fraîche, le délai maximum entre la récolte et l'insémination est de 10 h.

Sur chaleurs naturelles, on pratique 2 inséminations artificielles à 12 h d'intervalle

Sur chaleurs induites avec des éponges vaginales, on pratique une seule insémination artificielle en moyenne 55 h après le retrait de l'éponge.

En cas d'utilisation des éponges vaginales, veiller aux considérations suivantes:

• Chez l'agnelle, l'insémination est faite 52 h après le retrait de l'éponge.
• Chez la brebis en lactation , il faut faire 2 inséminations artificielles 50 et 58 h après le retrait de l'éponge.
• Le délai entre retrait d'éponge et insémination est variable entre les races.

La voie cervicale d'insémination artificielle

Maintenir la brebis soulevée sur ses antérieurs

Visualiser le col par un spéculum éclairant

Déposer la semence juste en arrière du col (400 millions de spermatozoïdes chez l'ovin contre 15-20 millions chez le bovin)

Bélier: 10-12 doses par éjaculât

La voie intra-utérine d'insémination artificielle

Maintenir la brebis en décubitus dorsal sur une table de contention

Effectuer une laparotomie en région abdominale postérieure près de la ligne blanche

Utiliser un endoscope pour visualiser les cornes utérines

Déposer la semence après ponction grâce à une seringue spéciale

Dose nécessaire: 50 millions de spermatozoïdes (80 doses par éjaculât)

Dilueur à base de Tris (meilleur résultat)

• Tris: 300 mM
• Glucose: 33.3 mM
• Acide citrique: 113.7 mM
• Jaune d'œuf: 18%
• Glycérol: 6%

• Lactose: 343 mM
• Jaune d'œuf: 20%
• Glycérol: 4%

 Avantages et limites de l'insémination artificielle

L'insémination artificielle des ovins présente des avantages pour la conduite des troupeaux et a des conséquences génétiques au niveau des exploitations et à celui des organisations professionnelles (schémas de sélection). Toutefois, ces avantages peuvent être contrebalancés par des contraintes qui limitent son intérêt.

Avantages de l'IA

Pour l'éleveur. Le principal intérêt pour l'éleveur est l'amélioration génétique. De la semence provenant de mâles sélectionnés pour leur valeur génétique peut être fournie par un organisme de sélection. Il peut ainsi obtenir de faibles quantités de semence sans avoir à acquérir ces mâles de prix élevé. Cette amélioration génétique a essentiellement deux objectifs:

• production de jeunes femelles pour le renouvellement du troupeau, et
• production de jeunes pour l'abattage.

Dans ce dernier cas il est possible de réaliser des croisements terminaux pour pouvoir bénéficier des effets directs et d'hétérosis et de profiter ainsi de la valeur ajoutée du produit vendu sur le marché. Dans ce sens, l'IA permet la multiplication des génotypes, sans multiplier le nombre de reproducteurs mâles du troupeau.

Sur le plan de la conduite du troupeau, l'IA présente aussi certains avantages. Le premier est celui de la gestion génétique, intra-troupeau. Dans les élevages où la monte en main n'est pas possible, l'IA est le seul moyen facile d'assurer un contrôle strict des paternités. Dans ces troupeaux il est également facile de féconder des groupes de femelles par des mâles de différents génotypes, par exemple de féconder des jeunes femelles avec des mâles de croisement terminal et les femelles adultes avec des mâles destinés au remplacement.

Le deuxième aspect est que l'IA permet de tirer plein avantage des techniques de synchronisation de l'oestrus (choix des dates de mise bas, possibilité de reproduction à contre saison, etc.). Elle permet donc d'éviter le maintien d'un nombre de mâles important sur l'exploitation.

L'IA rend possible la reproduction quand les mâles sont indisponibles pour assurer les saillies naturelles. Dans les cas de reproduction à contre saison, le comportement sexuel et la production spermatique des reproducteurs peut être faible en ferme, alors que les mâles des centres d'IA choisis et entraînés pour leurs aptitudes à produire de la semence ou soumis à des traitements photopériodiques, produisent de la semence de bonne qualité, même pendant la contre saison. De la même façon, l'utilisation de la semence congelée permet l'emploi de spermatozoïdes de bonne qualité, congelés durant la saison sexuelle précédente.

Finalement, cette technique de reproduction permet d'éviter la transmission de certaines maladies, puisque les reproducteurs utilisés pour la production de semence sont sous contrôle sanitaire et ne circulent pas d'un élevage à l'autre.

Pour l'évaluation et le choix des géniteurs. L'IA permet l'établissement de connexions entre troupeaux. Elle accroît la précision de l'estimation de la valeur génétique des femelles et des autres mâles utilisés en saillie naturelle. Utilisée plus largement, l'IA permet d'améliorer l'efficacité du testage en ferme sur descendance, par une meilleure prise en compte de l'effet élevage. Chaque géniteur est utilisé dans un grand nombre de troupeaux et le nombre de géniteurs par troupeau s'accroît. Toutefois, le testage sur descendance entraîne de longs intervalles entre générations et les mâles testés sont alors ou trop vieux ou morts lors de la connaissance de leur valeur génétique. L'utilisation de semence congelée pendant les premières années d'âge est alors d'un intérêt considérable pour un schéma de sélection puisque les mâles peuvent procréer un grand nombre de descendants après leur mort.

Pour la diffusion des géniteurs confirmés. L'IA améliore l'efficacité des accouplements raisonnés (les meilleurs mâles fécondant les meilleures femelles), qui sont la clé de voûte de tous les programmes d'amélioration génétique. Comparée à la saillie naturelle, la pression de sélection de ces meilleurs mâles s'accroît, puisque chacun d'entre eux est diffusé dans plusieurs troupeaux (autrement, au moins un géniteur par troupeau est nécessaire) et produit un grand nombre de descendants. Par ailleurs, l'IA rend plus facile et accroît la diffusion du progrès génétique non seulement au sein des troupeaux sélectionneurs, mais également en dehors du schéma de sélection.

Pour la diffusion plus rapide et plus large de génotypes rares ou de génotypes exotiques. L'IA permet de multiplier intensivement et rapidement des génotypes dont un faible nombre de représentants est disponible localement. C'est le cas des animaux importés ou de leur semence. Utilisée avec une mise en place intra utérine (par voie laparoscopique) la diffusion de la semence peut devenir très large.

Contraintes et limites de l'IA

Bien que cette technique soit, sans aucun doute, un outil puissant pour la gestion du patrimoine génétique, son efficacité est contrebalancée par deux types de contraintes venant du faible nombre de reproducteurs nécessaires à chaque génération (puisque chacun d'entre eux possède un vaste pouvoir de diffusion), ainsi qu'au changement dans l'expression de certains caractères, notamment de reproduction.

L'utilisation d'un nombre limité de reproducteurs peut conduire aux situations suivantes:

• une diminution de la variabilité génétique. Ce risque, qui est le plus fréquent, doit être gardé présent à l'esprit lorsqu'un programme de sélection est mis en route, et les reproducteurs de la première génération doivent venir d'origines les plus diverses possibles;
• une diffusion de défauts héréditaires ou d'une maladie non contrôlée (ou inconnue) est toujours possible. En effet, une anomalie chromosomique peut être rapidement et largement diffusée dans une population par Fu;
• un accroissement du taux de consanguinité affectant les caractères maternels, qui sont particulièrement sensibles, est à redouter.

IA excervicale (classique)

La réalisation de l'IA est l'étape finale d'une chaîne de procédures qui requiert une attention constante à tous les stades.

Préparation des femelles lors de l'utilisation de la synchronisation hormonale de l'œstrus

Des conditions stressantes sont à proscrire. Selon les troupeaux, différents équipements sont nécessaires:

• Si le local n'est pas équipé pour la manipulation facile des femelles, l'opérateur devra organiser un système de portes pour attraper les femelles une par une.
• Le local devrait être équipé d'un "passage" pour la manipulation facile des femelles avec une "salle d'attente". Un aménagement extérieur doit, autant que possible, être évité à cause de l'éclairement qui empêche l'opérateur de localiser aisément le cervix de la femelle. Par conséquent, il est nécessaire de réaliser l'IA en bergerie, de préférence dans un endroit non poussiéreux où la température varie peu.
• Si l'élevage est équipé d'une salle de traite, l'IA peut être réalisée après l'immobilisation des animaux, en dehors de la traite.

Conditions techniques pour l'IA

Moments d'IA. Après synchronisation de l'œstrus avec éponges et PMSG, le moment optimal pour une seule insémination (semence à l'état liquide ou congelée) est 55 heures ± 1 heure après le retrait de l'éponge. Si deux IA sont effectuées au cours du même oestrus, elles peuvent être réalisées 50 et 60 heures après retrait. Chez les agnelles, où l'oestrus apparait plus tôt que chez les adultes, il est nécessaire d'inséminer 50 heures ± 1 heure après retrait.

Toutefois, cet horaire d'IA doit être appliqué seulement aux races pour lesquelles il a été testé. Pour les races chez lesquelles aucun traitement hormonal n'a été étudié, il est nécessaire de tester différents horaires d'insémination, afin de trouver le mieux adapté.

Après détection biquotidienne de l'œstrus naturel, il est recommandé d'inséminer les femelles 15 à 17 heures après la première détection.

Nombre de spermatozoïdes

• Semence fraîche: une seule IA avec 400 x 10⁶ spermatozoïdes contenus dans une minipaillette de 0,25 ml.
• Semence congelée: deux IA., chacune avec un total de 450 x 10⁶ spermatozoïdes contenus dans une paillette moyenne de 0,50 ml (total par oestrus = 900 x 10⁶ spermatozoïdes). Ces deux paillettes peuvent être déposées en une seule fois (55 heures après dépose de l'éponge) ou en deux fois (50 et 60 heures après retrait).

Qualité de la semence. Comme mentionné plus haut, il est recommandé d'inséminer avec de la semence fraîche qui a une motilité massale de 4,0 sur 5,0 et un pourcentage de spermatozoïdes anormaux inférieur à 15 pour cent; en semence congelée les mêmes caractéristiques sont applicables, avec en plus 15 pour cent de cellules vivantes d'une motilité de 2,5, 180 minutes après dégel.

Réalisation de l'IA

La semence doit être déposée à l'entrée du cervix . Les étapes sont les suivantes:

Préparation de la paillette:

Paillettes congelées. Sortir la paillette de l'azote liquide avec une pince, la plonger directement dans le bain marie (37 - 38°C) pendant 15 à 30 secondes, l'essuyer avec un papier sec, l'introduire dans le pistolet (qui est maintenu entre les lèvres ou sous les vêtements de l'opérateur pour maintenir la température), l'extrémité avec le coton du côté du piston, couper environ 1 cm de la paillette, y compris le bouchon coloré, placer une gaine, la bloquer avec l'anneau, laisser le pistolet chargé entre les lèvres de l'opérateur ou sous ses vêtements.

Etat liquide. Effectuer les mêmes opérations, mais cette fois la paillette est sortie du thermos pour être placée directement dans le pistolet. Un assistant soulève l'arrière train de la femelle et l'immobilise dans la bonne position ou la place dans la forme, et nettoie la vulve si nécessaire.

L'opérateur introduit lentement le spéculum en écartant les lèvres de la vulve avec ses doigts. Quand le spéculum est introduit d'environ 8 - 10 cm, il est écarté doucement en appuyant sur les poignées. L'opérateur repère alors l'entrée du cervix qui est en général situé sur le plancher du vagin. Le cervix est généralement de couleur rose chez les femelles en oestrus et ressemble à une rose ou à un petit volcan. Si beaucoup de mucus vaginal est présent, empêchant le repérage correct du cervix, l'assistant peut redescendre l'animal pour faciliter l'expulsion du mucus à l'aide du spéculum.

Aussitôt que l'entrée du cervix a été identifiée, l'opérateur introduit l'extrémité du pistolet sous la petite lèvre du cervix. En poussant le pistolet très doucement avec des mouvements de rotation, l'entrée est atteinte. Deux cas se présentent alors:

1. Il est impossible de pénétrer plus loin que 1 à 2 cm dans l'entrée du cervix; c'est ce qui se produit toujours chez la brebis. Le pistolet est alors retiré de quelques millimètres (pour éviter un blocage par contact avec les anneaux cervicaux) et le piston est poussé lentement afin d'évacuer la semence. Cette méthode d'IA est appelée par conséquent insémination cervicale.
2. Il est possible de franchir le cervix et d'introduire l'extrémité du pistolet dans l'utérus. Cette situation n'est jamais observée chez la brebis. Le pistolet est alors retiré de quelques millimètres ou centimètres (afin que la semence soit déposée dans le corps utérin avant la séparation des deux cornes) et le piston est poussé lentement pour évacuer la semence. Cette méthode est appelée insémination intra utérine exocervicale (pour la distinguer de l'IA intra utérine par laparoscopie qui sera examinée ci après). Toutefois, il est nécessaire de garder à l'esprit que, généralement, la réussite de l'IA intra utérine n'est pas liée à une manipulation particulière du cervix, mais seulement au fait que l'opérateur intervient au bon moment par rapport à l'ovulation. Par conséquent, il est vivement recommandé que le cervix ne soit pas "forcé" par l'opérateur. De la même façon qu'une forte proportion "naturelle" d'IA intra utérines est liée à une bonne fertilité, un fort pourcentage d'IA intra utérines "forcées" est néfaste.

La femelle est redescendue sur le sol et aucun stress n'est appliqué.

L' identification de la femelle et du mâle et les conditions d'IA sont reportées sur la feuille d'IA.

 IA intra utérine par voie laparoscopique

Limites de l'IA exocervicale et avantages de l'IA laparoscopique

La conservation des spermatozoïdes sous forme congelée ne permet pas d'obtenir des niveaux de fertilité suffisants pour satisfaire les éleveurs. La nécessité de mettre en place un plus grand nombre de spermatozoïdes à l'entrée du cervix, ainsi que l'interaction entre les traitements hormonaux de synchronisation et la remontée des spermatozoïdes dans les cornes utérines, représente la principale limite de l'IA exocervicale. Pour surmonter ces problèmes et assurer une bonne fertilité avec l'utilisation de semence congelée, les spermatozoïdes sont directement déposés dans les cornes utérines, afin de raccourcir leur chemin jusqu'au site de fécondation.

La semence peut être déposée après laparotomie (ouverture chirurgicale de la cavité générale) ou après laparoscopie. Cette dernière méthode est moins stressante pour les femelles inséminées; elle peut être utilisée dans des conditions de routine. Dans les deux cas, l'utilisation d'un faible nombre de spermatozoïdes est possible (environ 10 fois plus faible que celui utilisé en semence fraîche par voie exocervicale) sans diminution de la fertilité.

L'IA intra utérine est avantageuse sous plusieurs aspects. Elle assure un taux de fertilité élevé (60 pour cent) avec la semence congelée, et permet d'augmenter le pouvoir de diffusion des mâles de haute valeur génétique et le nombre des descendants par jeune mâle dans un schéma de testage sur descendance. Elle autorise également l'utilisation dans de tels schémas, de mâles dont la production spermatique était insuffisante. Elle permet aussi la dispersion de la semence d'animaux rares et, lorsqu'elle est utilisée sur des femelles superovulées dans le cadre d'un programme de transfert d'embryons, elle augmente le taux de fécondation des ovocytes. En revanche, elle nécessite plus de temps, actuellement, que l'IA classique; la technique est plus complexe et ne peut être réalisée que par des opérateurs ayant une formation plus spécifique.

Technique de la laparoscopie

L'endoscopie est une technique d'exploration interne des cavités corporelles ou des conduits naturels et canaux, incluant un système optique utilisant les propriétés de propagation de la lumière dans une fibre de verre, la source lumineuse étant génératrice de lumière froide. Cela constitue l'équipement de base pour l'endoscopie. La laparoscopie est le terme plus spécifique qui désigne l'exploration de la cavité abdominale préalablement distendue par un pneumopéritoine (insufflation d'air dans la cavité).

Les brebis soumises à l'IA par laparoscopie doivent être mises à jeun de nourriture et d'eau pendant les 24 heures qui précèdent l'IA. Cela permet la réduction du volume de la vessie et de la panse qui peuvent gêner le repérage correct de l'utérus.

La manipulation doit être réalisée dans un lieu propre et sans poussière. Un groupe de deux assistants prépare les brebis et le matériel d'IA. Il est préférable d'utiliser deux tables de contention, afin de réduire les temps de préparation entre deux inséminations. Pour la mise en place, la brebis est d'abord immobilisée des quatre pattes sur la table de contention. La laine est alors tondue en avant de l'attache de la mamelle. Cela peut être fait avec une lame de rasoir maintenue dans une pince ou avec une tondeuse électrique pour ammaux. La crasse et la graisse sont enlevées en lavant la peau avec un savon antiseptique ou un détergent. La peau est ensuite stérilisée avec un antiseptique puis un anesthésique local est injecté par voie sous cutanée 5 - 7 cm (optique à angle 30°) ou 0 - 3 cm (optique à angle 0°) devant la mamelle, 3 - 4 cm de chaque côté de la ligne médiane. Le choix des sites d'injection doit se faire en évitant les vaisseaux sanguins.

La brebis est présentée en levant l'arrière train selon un angle de 40° environ par rapport à l'horizontale.

Le trocart, la canule et l'endoscope (sauf l'oeilleton) sont immergés dans une solution stérilisante non corrosive. Les instruments sont immergés dans cette solution entre deux inséminations. L'endoscope est connecté à la source lumineuse par le câble en fibre de verre et la lumière est allumée. La canule de 7 mm est reliée à la bonbonne de gaz (air ou gaz carbonique) ou à la pompe.

Munie de son trocart, la canule de 7 mm est insérée dans la cavité abdominale à gauche de la ligne médiane. Le trocart est retiré puis remplacé par l'endoscope. Le pneumopéritoine peut alors commencer; seul un petit volume d'air ou de gaz est nécessaire pour rendre le contenu abdominal visible, car un pneumopéritoine excessif provoque une gêne pour l'animal. Le trocart et la seconde canule recevant les instruments d'insémination sont alors insérés à droite de la ligne blanche.

L'utérus est situé immédiatement en dessous ou devant la vessie. Dans certains cas, le volume de la vessie ne permet pas l'accès direct aux cornes utérines. Il est donc nécessaire d'avoir recours à une pince atraumatique, introduite dans la seconde canule et permettant la manipulation de la vessie et l'accès au tractus génital.

Pour l'IA, un assistant prépare le matériel d'insémination, décongèle la semence et monte la paillette dans l'aspic.

Pratique de l'IA intra utérine. Deux techniques différentes ont été développées depuis plusieurs années.

IA intra utérine avec une pipette de verre et de plastique (technique australienne). L'équipement de base pour l'insémination est une pipette de verre ou de plastique qui a un diamètre interne de 2 mm, externe de 4,5 mm et 30 cm de long. Si une pipette en verre est utilisée, elle doit être étirée en pointe et son diamètre extérieur est d'environ 0,4 mm. Les pipettes en plastique ont une aiguille hypodermique de 5 mm 24 G, reliée à une seringue de 1,0 ml.

Un assistant prépare une pipette d'IA en prenant environ 0,3 ml d'air, suivi du volume requis de semence. L'opérateur peut guider alors l'extrémité de la pipette vers une corne utérine. La pipette est introduite en ponctionnant la paroi utérine à mi chemin entre la bifurcation des cornes utérines et la jonction utérotubaire. Le piston de la seringue est alors poussé afin d'expulser la semence dont le mouvement peut être observé dans la pipette. La pipette est retirée et la même opération est répétée sur l'autre corne utérine.

IA intra utérine avec équipement spécial (technique française). Le matériel d'insémination spécifique est composé d'un "transcap", d'un "palpateur" et d'un "aspic".

Le "transcap" est composé de deux parties:

• une poignée en plastique qui permet son maintien et qui est traversée longitudinalement par un jonc de faible diamètre, de 34 cm de long et qui est actionnée par une roue dentée;
• un tube creux en acier inoxydable, de 3,5 mm de diamètre et de 23 cm de longueur qui vient se visser à la base de la poignée pour écraser un joint torique assurant l'étanchéité.

Le "palpateur" recouvre le corps du "transcap", il est constitué d'une tubulure en inox de 28 cm de long et de 5 mm de diamètre, évasée à son extrémité proximale et présentant une fenêtre à son extrémité distale.

Conditions d'utilisation de l'IA intra utérine

L'utilisation de la technique décrite ci dessus, conduit à des fertilités pouvant dépasser 70% de mise bas lorsque l'IA est réalisée de 55 à 65 heures chez les ovins après le retrait de l'éponge.

Paramètres suceptibles de modifier les résultats de l'IA.

Beaucoup de facteurs sont susceptibles de modifier le résultat de l'IA.

Nombre de spermatozoïdes inséminés

Le nombre total de spermatozoïdes inséminés par femelle est un des principaux facteurs capables de diminuer la fertilité. Il est nécessaire de connaître, dans une race donnée, pour des femelles synchronisées dans des conditions données et avec des conditions précises de stockage, le seuil à franchir pour obtenir une fertilité correcte.

Avec de la semence fraîche de bélier conservée moins de huit heures (à +15°C) après la collecte et inséminée chez des femelles synchronisées par des traitements hormonaux, le nombre optimal de spermatozoïdes totaux pour dépasser une fertilité de 65 pour cent est de 400x10⁶ . Si la semence est stockée de huit à 10 heures, il est recommandé d'utiliser 500x10⁶ spermatozoides par IA. Lorsque de la semence congelée est utilisée, avec IA exocervicale, il est nécessaire d'employer 900x10⁶ spermatozoïdes.

Qualité des spermatozoïdes inséminés

La fertilité de la semence fraîche est fortement corrélée avec le pourcentage de spermatozoïdes anormaux de la semence; plus le pourcentage d'anormaux est élevé, plus la fertilité est basse. Il peut être considéré que, au printemps pour une race saisonnée, à chaque augmentation de 10 pour cent des spermatozoïdes anormaux correspond une diminution de 8 pour cent de fertilité.

Mâle utilisé pour l'IA

Même avec des conditions fixes de collecte et de conservation, il subsiste une variabilité importante de la fertilité individuelle des mâles. Chez le bélier adulte, la fertilité varie de 33 pour cent à plus de 70 pour cent au printemps et de 60 à 80 pour cent à l'automne.

Oestrus naturel ou synchronisé

Il est en général plus facile d'atteindre une fertilité élevée en inséminant des femelles en oestrus naturel qu'en inséminant des femelles en oestrus synchronisé par voie hormonale. Cela peut être dû à l'effet dépressif des hormones sur la survie des spermatozoïdes dans le tractus génital femelle et/ou à la qualité de l'oeuf et du corps jaune qui peuvent être plus faibles après oestrus synchronisé.

Lieu de dépôt de la semence

Il apparaît maintenant clairement que le lieu de dépôt de la semence est l'un des facteurs les plus importants susceptibles de modifier profondément le taux de fertilité.

Lorsque la semence liquide de bélier est déposée dans le vagin au lieu du cervix, la fertilité est plus faible d'environ 10 pour cent. Quand, chez la brebis, la semence est déposée directement dans les cornes utérines, il est possible de diviser par dix environ le nombre total de spermatozoïdes.

Intervalle entre la dernière mise bas et l'IA: production de lait

Chez la brebis, lorsque les femelles sont encore en train d'allaiter leurs agneaux, la fertilité après traitement hormonal est réduite. Le taux de fertilité s'accroît progressivement avec le temps. Un minimum de 60 et 90 jours post partum est recommandé respectivement pour L'IA intra utérine et cervicale chez la brebis.

Age des femelles inséminées

La fertilité maximale des femelles est située entre 1,5 et 3 ans d'âge. Après cinq ans d'âge, la fertilité diminue progressivement. Les femelles très jeunes peuvent être moins fertiles que les adultes, mais les mêmes taux de fertilité peuvent être atteints si elles sont inséminées au bon moment après le retrait de l'éponge avec le nombre correct de spermatozoïdes. Avec de telles adaptations, il est possible d'atteindre la même fertilité que chez les brebis adultes.

Saison d'IA

Chez les races saisonnées, la saison d'IA est l'une des principales sources de variation de la fertilité. Dans ces races, la fertilité est généralement plus faible pendant la saison d'anoestrus (même si les femelles sont synchronisées par voie hormonale), que si elles sont traitées et inséminées pendant la saison sexuelle. Lorsque la semence est utilisée à l'état liquide, cette plus faible fertilité peut également être due au mâle qui subit aussi une baisse saisonnière de la fécondance de sa semence.

Niveau d'alimentation, température, stress

Le niveau d'alimentation est capable de modifier la fertilité de l'IA. Dans des troupeaux où l'alimentation est de niveau insuffisant ou peu appropriée, les résultats sont en général mauvais. Plusieurs cas de diminution importante de la fertilité à cause de composés oestrogéniques ont été décrits. Un niveau d'alimentation trop élevé peut également être néfaste à la fertilité: des brebis grasses ont une fertilité réduite par rapport aux brebis normales.

La température et le stress peuvent aussi provoquer une réduction de la fertilité des femelles inséminées.

Inséminateur

La fertilité après IA varie également selon l'inséminateur, sans que l'on puisse clairement identifier les raisons des différences entre techniciens. Cet effet est également souvent confondu avec un effet élevage, puisque ce sont souvent les mêmes inséminateurs qui interviennent dans les mêmes troupeaux d'une année sur l'autre. Il convient cependant de vérifier régulièrement les taux de fertilité par inséminateur afin d'identifier ceux ayant les moins bons résultats et d'entreprendre avec eux une démarche de recherche des causes possibles de cette situation.

Diagnostics de gestation

Parmi les différents diagnostics de gestation, le premier est la détection de l'œstrus un cycle après l'IA. Le second, qui ne requiert pas non plus d'équipement spécial, est la palpation manuelle des femelles. En supplément à ces techniques très anciennes, il existe une large variété de nouveaux diagnostics de gestation basés, soit sur la connaissance d'événements physiologiques se produisant pendant la gestation et la détermination d'un composé spécifique de la gestation (techniques biochimiques), soit sur de nouveaux procédés de détection physique du fœtus (techniques biophysiques). Chacune d'entre elles doit être considérée en fonction de la situation particulière de chaque troupeau.

Retours en oestrus

Le diagnostic de gestation le plus facile et le moins cher est la détection de l'œstrus à la fin du cycle chez les femelles non gestantes del'IA. Il est précis pour l'identification des femelles non gestantes, puisque toutes les femelles qui manifestent un comportement d'œstrus sont en général non gestantes. L'éleveur peut, par conséquent, décider de réinséminer ou de faire saillir les femelles à ce second oestrus. Cette détection n'est toutefois d'une bonne précision que pendant les périodes où les femelles sont naturellement cycliques. Au contraire, pendant l'anoestrus saisonnier des races saisonnées, un fort pourcentage (souvent la majorité) des femelles non gestantes ne reviennent pas en oestrus un cycle plus tard et retombent en anoestrus. Cette situation entraîne une confusion entre les femelles gestantes et les femelles anovulatoires. D'autres techniques sont alors nécessaires pour séparer les femelles gestantes des femelles non gestantes.

Palpation manuelle

La palpation manuelle qui ne peut être pratiquée que pendant la seconde moitié de la gestation, est également une technique à faible coût mais elle requiert de l'entraînement et sa précision dépend surtout du manipulateur. Elle consiste à détecter la présence du foetus en l'obligeant à se déplacer dans le liquide amniotique comme un cube de glace dans l'eau. L'opérateur doit placer la paume de sa main gauche sur le côté gauche du flanc de la femelle et pousse doucement le foetus avec sa main droite appuyée sur le flanc droit de l'animal.

Techniques biochimiques

Dosage de progestérone

Des différences marquées existent en ce qui concerne le niveau de progestérone dans le sang ou le lait entre les femelles gestantes et les femelles non gestantes, les jours 18 et 19 chez la brebis (IA = jour 0). La mesure de la progestérone à ce stade est un moyen utile pour détecter la non gestation.

Utilisé comme un test précoce, la précision totale est supérieure à 90 pour cent. Pratiquement toutes les femelles diagnostiquées non gestantes (progestérone <1 ng/mI de plasma) ne mettent pas bas (>98 pour cent), alors que seulement de 75 à 85 pour cent de celles présumées gestantes (progestérone >=1 ng/ml de plasma) donnent naissance à des jeunes. Ainsi, utilisé à ce stade de la gestation, ce test peut être considéré comme un test de non gestation.

Utilisé comme un test tardif (après 19 jours chez la brebis), le dosage de progestérone peut aussi être employé pour détecter la gestation. Dans ce cas, toutefois, la précision dépend essentiellement de la fréquence des prélèvements puisqu'il est impossible, avec un seul, de différencier les femelles gestantes des femelles vides portant un corps jaune cyclique. Il est donc nécessaire de réaliser un nombre élevé de prélèvements consécutifs, sauf si l'on se situe en dehors de la saison sexuelle quand les femelles non gestantes sont en état anovulatoire. Par conséquent, lorsque le dosage de progestérone est utilisé comme test tardif, c'est aussi un diagnostic de non gestation, puisque toutes les femelles chez qui la progestérone est basse sont non gestantes; mais il est difficile de distinguer les femelles gestantes des femelles cycliques.

La progestérone peut être dosée dans le sérum ou le plasma sanguin et dans le lait. C'est un test immunologique réalisable en laboratoire (radioimmunologie) ou avec un kit utilisant une réaction colorée (immuno enzymologie). Un dosage direct rapide, sans extraction de l'hormone du plasma et utilisant trois plasmas de référence contenant des quantités connues de progestérone procure un bon résultat à un coût raisonnable. Par exemple, trois échantillons de référence contenant 0, 1, 1,0 et 5,0 ng de progestérone par millilitre de plasma permettent de classer les plasmas inconnus en deux classes: pas de progestérone, femelles non gestantes; progestérone, femelles présumées gestantes.

L'opérateur doit se rappeler que la progestérone peut être détruite facilement dans le sang ou le lait par des enzymes, particulièrement à des températures élevées. Par conséquent, dans les climats chauds, les échantillons doivent être conservés entre +4 et +8°C jusqu'au dosage ou à la congélation du plasma, du sérum ou du lait.

Oestrogènes, sulfate d'oestrone, PSPB et oPL

Bien que le follicule préovulatoire sécrète des oestrogènes, leur quantité reste difficile à détecter dans le plasma sanguin. En revanche, les brebis gestantes sécrètent des quantités importantes d'oestrogènes par le placenta lorsqu'il est suffisamment développé. Les femelles non gestantes n'ont que de faibles niveaux d'oestrogènes C'est un test tardif de gestation qui peut également être utilisé pour prédire le poids total de la portée (après environ 100 jours de gestation). Le dosage des oestrogènes dans le plasma sanguin de brebis entre 100 et 110 j ours de gestation indique que 99 pour cent des femelles diagnostiquées gestantes (plus de 0,3 ng/mI de plasma) mettent bas. A l'inverse, 16 pour cent des femelles diagnostiquées non gestantes mettent bas. Le sulfate d'oestrone peut être utilisé à partir de 60 jours comme diagnostic de gestation.

La détermination de la PSPB (pregnancy specific protein B) est une nouvelle technique qui permet de diagnostiquer les femelles gestantes avec une bonne précision. Les autres tests oPL (ovine placental lactogen) sont utilisables sur le plan expérimental mais ne sont pas applicables en routine.

Techniques biophysiques

Beaucoup de moyens peuvent être employés pour la détection physique de la gestation. Ils utilisent une visualisation directe du fœtus (échographie d'ultrasons), ou la détection d'un écho sonore réfléchi par le liquide amniotique ou la circulation sanguine du fœtus ou de la mère, ou d'autres sons (cœur) émis par le fœtus lui-même.

Méthode utilisant l'effet Doppler

Cette méthode est basée sur la détection de la circulation sanguine fœtale (par une sonde externe après 45 jours de gestation) ou du flux sanguin utérin de la mère avec une sonde rectale. Dans les deux cas, l'opérateur doit reconnaître les sons des échos ultrasoniques provenant du flux sanguin; l'entraînement est donc essentiel.

La précision du diagnostic négatif est liée à la pratique de l'opérateur et au temps employé pour le diagnostic; la précision du diagnostic positif est excellente lorsque la circulation fœtale est audible. Dans des conditions de routine, la précision est faible avant 70 jours de gestation.

Avec la sonde rectale, un essai limité a donné 73 pour cent de précision pour les diagnostics négatifs et 68 pour cent pour les positifs.

Méthode utilisant l'"échoscopie"

Cette méthode utilise la détection d'une poche de liquide chez la femelle (soit le liquide amniotique, soit la vessie dans le cas d'une mauvaise orientation de la sonde). La précision des diagnostics négatifs est de 92 pour cent et celle des diagnostics positifs de 69 pour cent (précision totale 85 pour cent). Une précision correcte est obtenue pour les diagnostics négatifs après 65 jours de gestation.

Méthode utilisant l'échographie d'ultrasons (échotomographie)

Elle permet la visualisation directe du fœtus et du liquide amniotique sur un écran. Elle peut être utilisée dès 32 jours de gestation avec une sonde externe et dès 21 jours avec une sonde rectale.

Par voie externe, la précision du diagnostic négatif est excellente à 32 et 37 jours après IA: 96 et 100 pour cent respectivement. La précision du diagnostic positif est aussi assez bonne: 74 et 88 pour cent aux mêmes jours. L'efficacité de cette méthode dépend de l'entraînement des opérateurs, puisque la précision du diagnostic augmente avec le nombre de diagnostics réalisés.

Animaux reproducteurs

Tous les animaux utilisés pour la reproduction doivent être sains et en bon état. Les qualités bonnes ou mauvaises peuvent être transmises par les parents à leur progéniture. C'est ce qu'on appelle l'hérédité. Les petits hériteront des caractéristiques des deux parents.

Pourquoi sélectionner les animaux pour la reproduction?

Le jeune animal aura les mêmes caractéristiques (qualités) que ses parents. En choisissant judicieusement les animaux destinés à la reproduction, on obtiendra de jeunes animaux utiles et de bonne qualité.

Les animaux qui produisent de bonnes quantités de lait peuvent transmettre cette caractéristique à leurs petits. Les ovins qui grandissent et engraissent rapidement peuvent produire des agneaux doués des mêmes caractéristiques. C'est en sélectionnant de beaux mâles et de belles femelles qu'on améliore la qualité du cheptel pour l'avenir.

La sélection des animaux

Le meilleur moyen d'améliorer vos animaux consiste à sélectionner un bon mâle. Ainsi, les bonnes caractéristiques se répandront rapidement dans le troupeau.

Pour sélectionner des animaux en vue de la reproduction, vous devez prendre en considération les aspects suivants:

1. Morphologie (forme du corps)

Il faut tenir compte de la forme du corps quand on choisit des animaux pour la reproduction:

· L'animal doit être bien bâti, et son corps doit être bien proportionné et musclé. Les muscles du dos vous donneront une bonne idée de l'état de l'animal.

2. Les pattes des animaux

Il est important que l'animal ait de bonnes pattes et de bons pieds afin de pouvoir se déplacer pour se nourrir. Les pattes de la femelle devront supporter un poids supplémentaire pendant la gestation. Un mâle dont les pattes postérieures sont faibles éprouvera des difficultés à monter une femelle.

3. Les organes de reproduction des mâles

Les testicules et le pénis du mâle doivent être correctement formés et exempts de difformités et d'infection. Les testicules doivent avoir les traits suivants:

• Ils doivent être de taille égale.
• Les deux testicules doivent être bien descendus dans le scrotum. N'utilisez pas un mâle dont un seul testicule serait descendu dans le scrotum.
• Plus les testicules sont gros, plus c'est préférable.
• Les testicules doivent être fermes et non mous.

On peut examiner le pénis du bélier en maintenant le mâle en position assise, comme pour le rognage des pieds. On peut tenir dans une main la peau autour du pénis (le fourreau), puis pousser l'extrémité vers l'extérieur en appuyant vers le haut avec l'autre main à partir de la base du pénis. Si on observe du sang, du pus ou un écoulement, ou si le pénis a un aspect inhabituel, n'utilisez pas l'animal pour la reproduction car cela propagerait la maladie au reste du troupeau.

4. A quoi servent les animaux?

Quand vous sélectionnez des brebis pour la reproduction laitière, vous devez choisir des femelles qui ont des pis et trayons satisfaisants et qui sont dociles. Chez les animaux dociles, le lait descend mieux que chez les autres. La quantité de lait produite après la naissance du premier petit est importante pour juger de la qualité d'un animal laitier. Le meilleur mâle reproducteur pour obtenir des animaux laitiers sera celui dont la mère était une bonne laitière.